Luận văn Ảnh hưởng của loại chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.)

Nội dung text: Luận văn Ảnh hưởng của loại chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.)

1. TRƯỜNG ĐẠI HỌC NGUYỄN TẤT THÀNH KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM VÀ MÔI TRƯỜNG LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP Tên đề tài: ẢNH HƯỞNG CỦA LOẠI CHẤT MANG LÊN HOẠT TÍNH CHỐNG OXY HÓA CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.) Sinh viên thực hiện : Nguyễn Thị Thanh Trang Chuyên ngành : Công nghệ thực phẩm Tp.HCM, tháng 10 năm 2019
2. TRƯỜNG ĐẠI HỌC NGUYỄN TẤT THÀNH KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM VÀ MÔI TRƯỜNG  LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP Tên đề tài: ẢNH HƯỞNG CỦA LOẠI CHẤT MANG LÊN HOẠT TÍNH CHỐNG OXY HÓA CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.) Sinh viên thực hiện : Nguyễn Thị Thanh Trang Mã số sinh viên : 1511540615 Lớp : 15DTP1A Chuyên ngành : Công nghệ thực phẩm Giáo viên hướng dẫn : ThS. Nguyễn Quốc Duy Tp.HCM, tháng 10 năm 2019
3. TRƯỜNG ĐH NGUYỄN TẤT THÀNH CỘNG HÒA XÃ HỘI CHỦ NGHĨA VIỆT NAM KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM & MÔI TRƯỜNG Độc lập - Tự do - Hạnh phúc Tp. Hồ Chí Minh, ngày 06 tháng 10 năm 2019 NHIỆM VỤ LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP Họ và tên sinh viên: Nguyễn Thị Thanh Trang Mã số sinh viên: 1511540615 Chuyên ngành: Công nghệ thực phẩm Lớp: 15DTP1A 1. Tên đề tài: ẢNH HƯỞNG CỦA LOẠI CHẤT MANG LÊN HOẠT TÍNH CHỐNG OXY HÓA CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.) 2. Nhiệm vụ luận văn - Khảo sát ảnh hưởng của loại chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa DPPH và ABTS của bột sấy phun bụp giấm; - Khảo sát ảnh hưởng của loại chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa FRAP và CUPRAC của bột sấy phun bụp giấm. 3. Ngày giao nhiệm vụ luận văn: 15/6/2019 4. Ngày hoàn thành nhiệm vụ luận văn: 15/9/2019 5. Người hướng dẫn: Họ và tên Học hàm, học vị Đơn vị Phần hướng dẫn Nguyễn Quốc Duy Thạc sĩ BM CNTP 100% Nội dung và yêu cầu của luận văn đã được thông qua bộ môn. Trưởng Bộ môn Người hướng dẫn (Ký và ghi rõ họ tên) (Ký và ghi rõ họ tên) ThS. Nguyễn Thị Vân Linh ThS. Nguyễn Quốc Duy
4. LỜI CẢM ƠN Để có được thành công như ngày hôm nay, tôi đã nhận được rất nhiều sự giúp đỡ, hỗ trợ của thầy cô, gia đình và bạn bè. Trước hết, tôi xin cảm ơn giáo viên hướng dẫn của tôi thầy Nguyễn Quốc Duy về những hướng dẫn và lời khuyên có giá trị. Tôi cảm thấy có động lực hơn trong suốt ba tháng làm thí nghiệm. Thầy đã truyền cảm hứng cho tôi rất nhiều để hoàn thành dự án này. Tôi cũng xin chân thành cảm ơn các thầy cô trong Khoa Kỹ thuật Thực phẩm và Môi trường đã cung cấp cho tôi những thông tin, hướng đi và nền tảng kiến thức cần thiết cho tôi đạt được những mục đích học tập của mình. Tôi muốn cảm ơn các anh chị trong phòng thí nghiệm đã giúp đỡ tôi trong khoảng thời gian qua. Nếu không có sự hiểu biết của anh chị về các thiết bị thì việc hoàn thành dự án của tôi sẽ rất khó khăn. Cuối cùng, tôi dành một sự cảm ơn đến gia đình, bạn bè cho một tình yêu thương và giúp đỡ ấy. Tôi xin kính chúc Quý thầy cô Khoa Kỹ thuật Thực phẩm và Môi trường và thầy Nguyễn Quốc Duy dồi dào sức khỏe, niềm tin để tiếp tục sứ mệnh trồng người cao đẹp của mình là truyền đạt kiến thức cho thế hệ mai sau. iv
5. LỜI CAM ĐOAN Tôi xin cam đoan kết quả của đề tài “Ảnh hưởng của loại chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.)” là công trình nghiên cứu của cá nhân tôi đã thực hiện dưới sự hướng dẫn của ThS. Nguyễn Quốc Duy. Các số liệu và kết quả được trình bày trong luận văn là hoàn toàn trung thực, không sao chép của bất cứ ai, và chưa từng được công bố trong bất kỳ công trình khoa học của nhóm nghiên cứu nào khác cho đến thời điểm hiện tại. Nếu không đúng như đã nêu trên, tôi xin hoàn toàn chịu trách nhiệm về đề tài của mình và chấp nhận những hình thức xử lý theo đúng quy định. Tp.HCM, ngày 28 tháng 10 năm 2019 Tác giả luận văn (Ký và ghi rõ họ tên) Nguyễn Thị Thanh Trang v
6. TÓM TẮT LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP Trong nghiên cứu này, ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau (maltodextrin, gum arabic, maltodextrin 50% + gum arabic 50%, maltodextrin 50% + inulin 50%, maltodextrin 50% + konjac 50%) lên hoạt tính chống oxy hóa (khả năng bắt gốc tự do DPPH, ABTS và khả năng khử FRAP, CUPRAC) của bột sấy phun bụp giấm được khảo sát. Việc sử dụng các chất hỗ trợ trong quá trình sấy phun cải thiện hoạt tính chống oxy hóa của bột đài hoa bụp giấm. Trong số đó, konjac là chất hỗ trợ việc lưu giữ hoạt tính chống oxy hóa của sản phẩm tốt nhất với giá trị hoạt tính chống oxy hóa DPPH, ABTS, FRAP và CUPRAC cao nhất lần lượt là 4380.48, 8351.04, 8161.59 và 13862.01 (mg TE/g DW). Xét trên hoạt tính bắt gốc tự do DPPH và FRAP, sự bổ sung gum arabic và inulin làm tăng giá trị hoạt tính so với trường hợp sử dụng maltodextrin đơn lẻ. Tuy nhiên, hoạt tính bắt gốc tự do ABTS thay đổi không đáng kể khi sử dụng kết hợp inulin và gum arabic so với giá trị này của mẫu chỉ sử dụng maltodextrin. vi
7. MỤC LỤC NHIỆM VỤ LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP iii LỜI CẢM ƠN iv LỜI CAM ĐOAN v TÓM TẮT LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP vi MỤC LỤC vii DANH MỤC BẢNG ix DANH MỤC HÌNH x DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT xii Chương 1. MỞ ĐẦU 1 1.1 TÍNH CẤP THIẾT VÀ LÝ DO CHỌN ĐỀ TÀI 1 1.2 MỤC TIÊU NGHIÊN CỨU 1 1.2.1 Mục tiêu tổng quát 1 1.2.2 Mục tiêu cụ thể 1 1.3 NỘI DUNG NGHIÊN CỨU 2 Chương 2. TỔNG QUAN 3 2.1 QUÁ TRÌNH VI BAO 3 2.1.1 Định nghĩa 3 2.1.2 Ưu điểm của vi bao 3 2.1.3 Cấu trúc hạt vi bao 4 2.1.4 Vật liệu vi bao 5 2.1.5 Phương pháp sấy phun 5 2.2 ANTHOCYANIN 6 2.2.1 Định nghĩa 6 2.2.2 Cấu tạo 8 2.2.3 Sự phân bố của anthocyanin 8 2.2.4 Lợi ích của anthocyanin 10 vii
8. 2.3 NGUYÊN LIỆU HOA BỤP GIẤM 10 2.3.1 Giới thiệu 10 2.3.2 Lợi ích của hoa bụp giấm 11 Chương 3. NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 13 3.1 NGUYÊN LIỆU BỤP GIẤM 13 3.2 DỤNG CỤ – THIẾT BỊ – HÓA CHẤT 13 3.2.1 Dụng cụ - thiết bị 13 3.2.2 Hóa chất 15 3.3 THỜI GIAN VÀ ĐỊA ĐIỂM NGHIÊN CỨU 15 3.3.1 Thời gian nghiên cứu 15 3.3.2 Địa điểm nghiên cứu 15 3.4 PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 15 3.4.1 Quy trình trích ly đài hoa bụp giấm 15 3.4.2 Quy trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ đài hoa bụp giấm 16 3.5 PHƯƠNG PHÁP PHÂN TÍCH 16 3.5.1 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do DPPH 16 3.5.2 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do ABTS 17 3.5.3 Xác định hoạt tính khử sắt (FRAP) 17 3.5.4 Xác định hoạt tính khử đồng (CUPRAC) 17 3.6 PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ SỐ LIỆU 17 Chương 4. KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN 19 4.1 ẢNH HƯỞNG CỦA LOẠI CHẤT MANG LÊN DPPH VÀ ABTS 19 4.2 ẢNH HƯỞNG CỦA LOẠI CHẤT MANG LÊN FRAP VÀ CUPRAC 22 Chương 5. KẾT LUẬN VÀ KHUYẾN NGHỊ 25 5.1 KẾT LUẬN 25 5.2 KHUYẾN NGHỊ 25 TÀI LIỆU THAM KHẢO 26 viii
9. DANH MỤC BẢNG Bảng 2.1 Sự phụ thuộc màu sắc anthocyanin vào vị trí & nhóm thế [9] 7 Bảng 2.2 Anthocyanins trong một số loại cây phổ biến sử dụng làm thực phẩm [12] 9 Bảng 3.1 Công thức phối trộn chất mang trong quá trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ bụp giấm 16 ix
10. DANH MỤC HÌNH Hình 2.1 Cấu trúc của vi nang và vi cầu [7]. 4 Hình 2.2 Mô tả hệ thống sấy phun điển hình [6]. 6 Hình 2.3 Cấu trúc cơ bản của các sắc tố anthocyanidin, trong đó Rx có thể là H [9] 7 Hình 3.1 Nguyên liệu hoa bụp giấm khô (Công ty Việt Hibiscus) 13 Hình 3.2 Máy quang phổ UV-1800 (Shimadzu Schweiz GmbH) 14 Hình 3.3 Máy ly tâm 80-2 (Wincom Company Ltd.) 14 Hình 3.4 Máy đo màu CR-400 (Minolta Sensing Europe B.V.) 14 Hình 3.5 Cân phân tích PA (OHAUS Instruments Co.,Ltd.) 14 Hình 3.6 Máy cô quay chân không HS-2005V (JJS Technical Services) 14 Hình 3.7 Tủ sấy UN55 (Memmert GmbH + Co.KG) 14 Hình 4.1 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính bắt gốc tự do DPPH (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). 20 Hình 4.2 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính bắt gốc tự do ABTS (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). 21 Hình 4.3 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính khử sắt FRAP (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). 23 x
11. Hình 4.4 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính khử đồng CUPRAC (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). 24 xi
12. DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT Từ viết tắt Thuật ngữ tiếng Anh Thuật ngữ tiếng Việt DW On a dry weight Theo chất khô ACN Anthocyanin Anthocyanin TE Trolox equivalent Đương lượng Trolox MD Maltodextrin Maltodextrin GA Gum Arabic Gum Arabic INU Inulin Inulin KON Konjac Konjac DE Dextrose equivalent Đương lượng dextrose rpm Rounds per minute Vòng/phút xii
13. Chương 1. MỞ ĐẦU 1.1 TÍNH CẤP THIẾT VÀ LÝ DO CHỌN ĐỀ TÀI Hiện nay vấn đề an toàn thực phẩm, bảo vệ sức khỏe người tiêu dùng ngày càng được quan tâm đến về việc sử dụng các chất màu tự nhiên hơn là các chất màu tổng hợp trong thực phẩm. Rất nhiều các loại dịch được trính ly từ các loại rau, củ, quả có màu sắc được tạo ra bởi các anthocyanin sử dụng cho chất màu thực phẩm. Anthocyanin là chất màu tự nhiên được sử dụng khá an toàn trong thực phẩm, có khả năng tan trong nước. Các anthocyanin có nhiều các hoạt tính sinh học có lợi cho sức khỏe con người như: khả năng chống oxy hóa, các bệnh về tim mạch, hen suyễn [1]. Anthocyanin thuộc nhóm flavonoid, có màu đỏ, đỏ tía, tím và xanh đậm có nhiều trong các loại rau, hoa, quả, củ [2]. Các loại thực vật chứa nhiều anthocyanin như: bắp cải tím, bụp giấm, dâu tằm, dâu tây. Anthocyanin tích tụ chủ yếu ở trong tế bào biểu bì và hạ biểu bì thực vật, tập trung trong không bào hoặc các túi gọi là anthocyanoplast. Nhìn chung, hàm lượng anthocyanin trong phần lớn rau quả dao động từ 0.1–1.11% trong tổng hàm lượng chất khô. Trong các loài thực vật, hoa bụp giấm chứa nhiều các anthocyanin có khả năng chống oxy hóa. Anthocyanin là phân nhóm của flavonoid và cũng là các sắc tố tự nhiên có trong hoa của bụp giấm. Màu của anthocyanin thay đổi theo pH. Các anthocyanin chính trong hoa bụp giấm là delphinidin-3-glucoside và cyanidin-3-glucoside [3]. Tuy nhiên, anthocyanin thường không bền và dễ dàng bị suy thoái [2]. Để tăng độ bền của anthocyanin và sự thuận tiện trong quá trình bảo quản, quá trình sấy phun được sử dụng với sự hỗ trợ của các loại chất mang. Trong nghiên cứu này, hiệu quả của các loại chất mang khác nhau được khảo sát với mục tiêu giữ lại hoạt tính chống oxy hóa của sản phẩm cao nhất. 1.2 MỤC TIÊU NGHIÊN CỨU 1.2.1 Mục tiêu tổng quát Tạo ra nguồn chất màu tự nhiên, đa dạng nguồn chất màu giúp giảm thiểu việc lạm dụng phẩm màu công nghiệp trong thực phẩm. 1.2.2 Mục tiêu cụ thể Hoàn thiện quy trình sấy phun hoa bụp giấm. Khảo sát ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm. 1
14. 1.3 NỘI DUNG NGHIÊN CỨU Khảo sát ảnh hưởng của loại chất mang bao gồm: maltodextrin, gum arabic, maltodextrin 50% + gum arabic 50%, maltodextrin 50% + inulin 50%, maltodextrin 50% + konjac 50%. Chỉ tiêu phân tích bao gồm: hoạt tính chống oxy hóa DPPH, ABTS, FRAP, CUPRAC. 2
15. Chương 2. TỔNG QUAN 2.1 QUÁ TRÌNH VI BAO 2.1.1 Định nghĩa Vi bao là quá trình trong đó các thành phần thực phẩm khác nhau có thể được lưu trữ trong một vỏ hoặc lớp phủ bảo vệ và sau đó giải phóng. Cụ thể hơn, vi bao là quá trình bao bọc các hạt nhỏ, chất lỏng hoặc chất khí trong một lớp phủ hoặc trong ma trận. Theo truyền thống, vi bao không sử dụng viên nang có chiều dài lớn hơn 3 mm. Các vi bao nằm trong phạm vi từ 100–1000 nm được phân loại là các vi bao. Các thành phần nằm trong khoảng từ 1–100 nm được phân loại là nanocapsules hoặc nanoencapsulation [4]. Thành phần được vi bao thường được gọi là hoạt chất, lõi, pha nội. Các vật liệu bao bọc hoạt động thường được gọi là vỏ, tường, lớp phủ, pha ngoại, pha hỗ trợ hoặc màng. Các vật liệu vỏ thường không hòa tan, không phản ứng với lõi và chiếm 1–80% trọng lượng của viên nang. Vỏ của vi bao có thể được làm từ đường, gum, protein, polysaccharide tự nhiên và biến tính, lipid, sáp và polymer tổng hợp [5]. Công nghệ vi bao được sử dụng rộng rãi để giúp ổn định các thành phần hoạt động trong các sản phẩm thực phẩm như các sản phẩm liên quan đến hương vị, kẹo cao su, kẹo, cà phê, chế phẩm sinh học, thực phẩm y tế, vitamin, khoáng chất hoặc enzyme. Các nguyên tắc chi phối sự ổn định sản phẩm mong muốn có thể kiểm soát thông qua cấu trúc của vi nang cung cấp để cải thiện hiệu suất trong các sản phẩm thực phẩm. Ứng dụng chính của công nghệ vi bao là mang lại sự thay đổi hóa lý mong muốn trong sản phẩm thực phẩm trong một khoảng thời gian mong muốn hoặc bằng cách sử dụng một cơ chế kích hoạt thích hợp. Có một sự hiểu biết để cải tiến về sự tương tác phần tử và các tính chất hóa lý của thành phần hoạt chất và thành phần vật liệu là rất quan trọng để tạo ra một hệ thống động. 2.1.2 Ưu điểm của vi bao Vi bao là một công nghệ được sử dụng nhiều trong ngành công nghiệp như dược phẩm, hóa chất, thực phẩm và nông nghiệp. Một lý do để sử dụng công nghệ vi bao là bảo vệ thành phần khỏi sự phân hủy do tiếp xúc với các yếu tố môi trường như nước, oxy, nhiệt và ánh sáng. Thông thường, điều này được thực hiện để cải thiện thời hạn sử dụng của hoạt chất. Trong một số trường hợp, vi bao có thể được sử dụng để che giấu mùi vị, mùi và màu sắc không mong muốn, do đó ngăn chặn sự ảnh hưởng xấu đến chất 3
16. lượng sản phẩm. Dễ xử lý là một lý do khác cho vi bao, vì nó có thể được sử dụng như một phương pháp đơn giản để chuyển đổi một thành phần thực phẩm lỏng thành dạng rắn. Vi bao có thể được sử dụng để ngăn chặn các phản ứng và tương tác không mong muốn giữa các thành phần thực phẩm có hoạt tính và giữa các hoạt chất và các thành phần thực phẩm. Vi bao cũng giảm tính dễ cháy và dễ bay hơi của các thành phần thực phẩm khác nhau. Cuối cùng, vi bao có thể được sử dụng để kiểm soát việc bổ sung một thành phần thực phẩm vào cơ thể [6]. Các thành phần thực phẩm được vi bao sẽ có thể giữ tính ổn định trong suốt thời hạn sử dụng và điều kiện bảo quản của nguyên liệu [6] . 2.1.3 Cấu trúc hạt vi bao Hình thái học (hình thức và cấu trúc) của hạt vi bao được chia thành hai loại: vi nang (microcapsule) và vi cầu (microsphere). Việc phân nhóm dựa trên phương pháp được sử dụng để sản xuất vật liệu. Vi nang được đặt tên như vậy bởi vì nó có hình thái vỏ lõi được xác định rõ. Theo truyền thống, các viên nang siêu nhỏ chỉ được tạo ra bằng phương tiện hóa học. Trong quá trình này, vi nang được hình thành trong bể chứa chất lỏng hoặc thiết bị phản ứng dạng ống [4]. Vi cầu được hình thành một cách cơ học thông qua quá trình nguyên tử hóa hoặc quá trình nghiền, theo đó các thành phần hoạt chất được phân bố trong ma trận [6]. Hình 2.1 Cấu trúc của vi nang và vi cầu [7]. Một vi nang bao gồm nhiều thành phần khác nhau trong đó các thành phần hoạt tính và dạng ma trận polymer là hai thành phần quan trọng mà có thể kiểm soát được tốc độ khuếch tán. Về hình dạng, khả năng tương thích hóa lý và nhiệt động lực học của cả hai hoạt tính và ma trận polymer là rất quan trọng. Trong các hệ thống thực phẩm, lớp vỏ vi bao có thể cung cấp các chức năng khác nhau như bảo vệ các hoạt chất nhạy cảm như hương vị, vitamin, khoáng chất, chất béo 4
17. không bão hòa, các loại tinh dầu và muối từ oxy, nước và ánh sáng; xử lý thuận tiện bằng cách chuyển đổi các chất lỏng khó sử dụng để xử lý thành dạng bột. Từ góc độ hình học hoặc cấu trúc, các yếu tố ảnh hưởng đến ổn định và giải phóng là hình dạng, kích thước, hình dạng và tải trọng của các. Thêm vào đó, trọng lượng phân tử, điện tích trên bề mặt, độ hòa tan, độ thấm nước và nhiệt độ là các thông số quan trọng. 2.1.4 Vật liệu vi bao Trong số các loại chất mang ưa nước được sử dụng trong lĩnh vực vi nang, carbohydrate là nguyên liệu được sử dụng phổ biến nhất. Carbohydrate được phân thành bốn loại: đường đơn hoặc monosaccharide (glucose và fructose), disaccharide (sucrose và lactose), oligosaccharide (maltodextrin và dextrin), và polysaccharide (tinh bột). Trong khi tất cả các loại carbohydrate có thể được sử dụng làm chất độn và chất phụ gia, các saccharide chuỗi dài hơn được coi là phù hợp như một ma trận tường. Polysaccharide thường được xem xét trong lớp vật liệu này. Polysaccharide cũng bao gồm các loại tinh bột biến tính, trong đó polysaccharide được biến đổi cấu trúc và thành phần để cung cấp các tính chất hòa tan, phân vùng và rào cản độc đáo cho thành phần thực phẩm hoạt động. Monosaccharide và disaccharide cung cấp cả độ nhớt thấp trong dung dịch và ảnh hưởng đến hương vị của vi nang. Tuy nhiên, chúng không cung cấp khả năng nhũ hóa các loại hương vị dầu. Kết quả là, một lượng nhỏ chất keo ổn định được sử dụng trong sức mạnh tổng hợp Theo bản chất của kích thước phân tử, mono- và disaccharide nhỏ hơn và ễd dàng phù hợp với không gian kẽ để ngăn chặn sự hình thành ranh giới hạt kết tinh hoặc tinh thể trong một polysaccharide, cho phép ổn định hơn hương vị của vi nang. Nó được thiết lập tốt rằng bẫy của các loại dầu hương vị ở trạng thái vô định hình mang lại sự ổn định cao hơn so với ma trận có độ kết tinh. Do đó, mono- và disaccharide có trọng lượng phân tử thấp thường được sử dụng với vật liệu polymer vốn đã thể hiện các đặc tính tinh thể. Lưu ý rằng carbohydrate phổ biến thể hiện các điểm gel bao gồm agar, agarose, carrageenan, pectin, guar gum và Konjacs, tất cả đều được coi là một lựa chọn thay thế cho gelatin. 2.1.5 Phương pháp sấy phun Sấy phun là phương pháp mà chất lỏng hoặc hỗn hợp (slurry) được chuyển thành dạng bột khô bằng cách nguyên tử hóa và được sấy khô nhờ dòng không khí nóng. [8]. 5
18. Hình 2.2 Mô tả hệ thống sấy phun điển hình [6]. Một cấu hình chung cho sấy phun được thể hiện trong Hình 2.2. Ở đây, chất lỏng được phun thành giọt ở phía trên cùng của buồng. Những giọt lỏng nhỏ đi vào dòng chảy hỗn loạn của không khí nóng ở phía trên cùng của buồng cùng chiều với không khí nóng được gọi là dòng chảy cùng chiều (cocurrent). Các pha lỏng được nhanh chóng làm nóng và phân tử chất lỏng di chuyển lên bề mặt của giọt lỏng và chuyển sang pha khí. Khi những giọt lỏng hóa rắn, chúng bị cuốn theo dòng khí nóng và di chuyển đến một buồng lắng xoáy tâm nơi các chất rắn di chuyển ra khỏi buồng và tạo thành bột. Tất cả các máy sấy phun đều sử dụng các thành phần cơ bản này mặc dù có các biến thể trong cấu hình buồng, nguyên tử được sử dụng, thiết kế lốc xoáy, tái chế chất rắn, điều hòa khí hoặc tuần hoàn sau khi ngưng tụ hoặc làm mát, thiết kế luồng không khí và các thiết bị kèm theo. Máy sấy phun có thể có có năng suất dưới một lít mỗi giờ đến hàng ngàn lít mỗi giờ. 2.2 ANTHOCYANIN 2.2.1 Định nghĩa Anthocyanin (là sự kết hợp giữa từ Anthos trong tiếng Hy Lạp nghĩa là hoa và kyanos, nghĩa là màu xanh) là flavonoid thường thấy trong tự nhiên. Cấu trúc của chúng dựa trên bộ khung C15 bao gồm một vòng chromane mang một vòng thơm thứ hai B ở vị trí 2; các cấu trúc được sắp xếp tuần hoàn theo mẫu C-6-C-3-C-6 (phenyl-2- benzopyrilium). Cấu trúc anthocyanin được bổ sung bởi một hoặc nhiều phân tử đường liên kết tại các vị trí hydroxyl hóa khác nhau của cấu trúc cơ bản. Như vậy, anthocyanin được thay thế bằng glycoside của muối phenyl-2-benzopyrilium (anthocyanidin) [9]. 6
19. Anthocyanidin + đường Anthocyanin Hình 2.3 Cấu trúc cơ bản của các sắc tố anthocyanidin, trong đó Rx có thể là H [9] Bảng 2.1 Sự phụ thuộc màu sắc anthocyanin vào vị trí & nhóm thế [9] Tên hợp chất Nhóm thế Vị trí Màu sắc Apigeninidin 5, 7, 4' Cam Aurantinidin 3, 5, 6, 7, 4' Cam Cyanidin 3, 5, 7, 3', 4' Đỏ tươi và đỏ thẫm Delphynidin 3, 5, 7, 3', 4', 5' Tím, tím nhạt, xanh Hydroxyl 8-Hydroxycyanidin 3, 5, 6, 7, 3', 4' Đỏ Luteolinidin 5, 7, 3', 4' Cam Pelargonidin 3, 5, 7, 4' Cam, cam hồng Triacetidin 5, 7, 3', 4', 5' Đỏ Capensinidin 5, 3', 5' Xanh nhạt Europenidin Methyl ether 5, 3' Xanh nhạt Malvidin 3, 5' Tím 5-Methylcyanidin 5 Cam – đỏ 7
20. Peonidin 3' Đỏ tươi Petunidin 3' Tím Pulchellidin 5 Xanh nhạt Rosinidin 7 Đỏ 2.2.2 Cấu tạo Anthocyanins cho thấy tính đa dạng cao trong tự nhiên nhưng tất cả đều dựa trên một số lượng nhỏ các cấu trúc cơ bản của anthocyanidin. Sự đa dạng này đại diện bởi vô số màu sắc tự nhiên được tạo ra bởi sự kết hợp hóa học cấu trúc anthocyanidin cơ bản C-6-C-3-C-6 với đường và/hoặc các nhóm acyl [10]. Các anthocyanidins quan trọng nhất số 17; sự khác biệt về số lượng và vị trí của các nhóm hydroxyl và/hoặc methyl ether, nhưng 6 là phổ biến nhất [9]. Để đạt được anthocyanin, anthocyanidin phải được kết hợp với ít nhất một phân tử đường; do đó, các anthocyanin cũng được phân loại theo số lượng các phân tử đường trong cấu trúc của chúng (ví dụ, monoside, biosides, triosides). Rõ ràng là sự đa dạng của anthocyanin có liên quan đến số lượng các chất đường tìm thấy trong tự nhiên nhưng các anthocyanin glycosyl hóa được hình thành với glucose, rhamnose, xylose, galactose, arabinose và fructose. Ngoài ra, sự đa dạng được tăng thêm bởi sự kết hợp hóa học của các loại đường này với acid hữu cơ (phổ biến nhất là coumaric, caffeic, ferulic, p-hydroxy benzoic, synapic, malonic, acetic, succinic, oxalic và malic) để sản xuất anthocyanin acyl hóa [11]. Hơn nữa, màu sắc cũng bị ảnh hưởng bởi số lượng các nhóm hydroxyl và methoxyl: nếu nhiều nhóm hydroxyl, thì màu sắc sẽ chuyển sang màu xanh hơn; nếu có nhiều nhóm methoxyl, thì đỏ sẽ tăng lên. Điều thú vị là, màu sắc cũng phụ thuộc vào sự tương tác giữa các phân tử anthocyanin với các phân tử và/hoặc môi trường khác [10]. Như vậy có thể kết luận được, một số sự kết hợp hóa học giải thích gam màu kỳ lạ của màu sắc tự nhiên. 2.2.3 Sự phân bố của anthocyanin Anthocyanin tạo ra nhiều màu sắc từ màu đỏ tươi cho đến màu xanh thể hiện rõ trong hoa và trái cây, mặc dù chúng cũng có trong lá và các cơ quan lưu trữ. Anthocyanin thường gặp ở thực vật bậc cao nhưng lại vắng mặt ở một số thực vật bậc thấp như rêu tản và tảo. Trong tự nhiên, có thể tìm thấy những thực vật với một loại anthocyanin chính (ví dụ hoa trà my, nhân sâm), trong khi những thực vật khác có hỗn hợp (ví dụ những giống hoa thược dược, củ cải đường) [9]. Trên thực tế, nhìn chung, nồng độ 8
21. anthocyanin ở hầu hết các loại trái cây và rau quả dao động từ 0.1–1% trọng lượng khô [9]. Bảng 2.2 Anthocyanins trong một số loại cây phổ biến sử dụng làm thực phẩm [12] Nguyên liệu Thành phần anthocyanin Hành tím Cy 3-glucoside và 3-laminariobioside, không acyl hóa và acyl (Alium cepa) hóa với malonyl ester, Cy 3-galactose và 3-glucoside; Pn 3- glucoside Quả sung Cy 3-glucoside, 3-rutinoside và 3,5-diglucoside, Pg 3- (Ficus spp.) rutinoside Dâu tây Pg và Cy 3-glucosides (Fragaria spp.) Vỏ hạt đậu nành Cy và Dp 3-glucosides (Glycine max) Khoai lang tím Cy và Pn 3-sophoroside-5–5-glucosides acyl hóa với ester (Ipomoea batatas) feruloyl và caffeoyl Xoài Pn 3-galactoside (Mangifera indica) Chanh dây Pg 3-diglucoside, Dp 3-glucoside (Passiflora edulis) Mận Cy và Pn 3-glucosides và 3-rutinosides (Prunus domestica) Quả nam việt quất Cy và Pn 3-galactosides, 3-arabinosides và 3-glucosides (Vaccinium macrocarpon) Nho Cy, Pn, Dp, Pt và Mv mono và diglucosides, tự do và acyl hóa (Vitis spp.) Ngô tím Cy, Pg và Pn 3-glucosides và Cy 3-galactoside, tự do và acyl (Zea mays) hóa Ghi chú: Cy – cyanidin, Dp – delphinidin, Mv – malvidin, Pg – pelargonidin, Pn – peonidin, và Pt – petunidin. 9
22. 2.2.4 Lợi ích của anthocyanin Anthocyanin là các chất hòa tan trong nước có mặt ở tự nhiên. Ở thực vật, chúng giúp chống lại các tia cực tím có hại, thu hút côn trùng để phân tán hạt và thụ phấn [13]. Một số anthocyanin đóng vai trò như các tác nhân kiểm soát sinh học, như cyanidin-3- glucoside, ức chế sự phát triển của ấu trùng Heliothis viriscens trong cây thuốc lá [14]. Anthocyanin đã được sử dụng như là thành phần trong chế độ ăn uống của con người trong suốt lịch sử. Tuy nhiên, chúng đã được sự quan tâm hơn do các lợi ích sức khoẻ chúng đem lại [15]. Anthocyanin là hợp chất chống oxy hóa tốt do tính ức chế các gốc tự do hiệu quả [13]. Hầu hết các lợi ích về sức khoẻ được đề cập của anthocyanin ít nhiều liên quan đến cơ chế chống oxy hóa của chúng [16]. Các nghiên cứu in vitro của anthocyanin đã chỉ ra rằng các hợp chất này có thể có tác dụng bảo vệ chống lại bệnh mãn tính như bệnh tim mạch, ung thư và nhiễm virus, số hoạt động chống viêm [17], [18]. Ngoài ra, anthocyanin cũng có khả năng ngăn ngừa bệnh béo phì và kiểm soát bệnh tiểu đường [17]. Các hoạt tính chống dị ứng và kháng khuẩn cũng là một trong những lợi ích sức khoẻ khác của các hợp chất hóa học này [17], [19]. 2.3 NGUYÊN LIỆU HOA BỤP GIẤM 2.3.1 Giới thiệu Bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.) là loại cây thuộc họ Cẩm quỳ sống lâu năm, dựng đứng, bụi rậm, thân thảo có thể mọc lên cao đến 2.4 m, với thân trơn hoặc gần như nhẵn, hình trụ, màu đỏ. Lá luân phiên với nhau, màu xanh với những gân lá màu đỏ và những chiếc phồng dài hoặc ngắn. Lá của cây con non và lá trên của cây già thì đơn giản, mép lá dạng răng cưa. Hoa đơn lẻ, rộng đến 12.5 cm, màu vàng hoặc màu da bò, và biến thành màu hồng vì hoa sẽ tàn vào cuối ngày. Đài hoa màu đỏ, bao gồm 5 cánh hoa lớn với cuống hoa từ 8 đến 12 mảnh mỏng bao quanh gốc. Sau khi gia tăng kích thước, trở thành thịt, vị ngọt, dài từ 3.2–5.7 cm [20]. Quả hình trứng, có các lông nhỏ mọc xung quanh, bao quanh quả. Phần được sử dụng của cây là phần đài hoa và lá, phần đài hoa có tác dụng chống co thắt, hạ huyết áp và có tính kháng sinh, trị ho, viêm họng. Hoa bụp giấm ở dạng khô hoặc tươi được sử dụng làm thức uống thảo dược, đồ uống lên men, rượu, kẹo [21], [22]. Ở Ai Cập, phần đài hoa được sử dụng ở dạng trà và thức uống lên men [23]. 10
23. 2.3.2 Lợi ích của hoa bụp giấm Hoa bụp giấm đã được sử dụng rộng rãi như một loại thuốc. Ở Ấn Độ, Châu Phi và Mexico, các dẫn xuất lá hoặc đài hoa thường được sử dụng như thuốc lợi tiểu, lờ đờ, hạ sốt, hạ huyết áp và làm giảm độ nhớt của máu [24]. Ở Guatemala, được sử dụng để điều trị say rượu [25]. Ở Bắc Phi, các chế phẩm từ đài hoa dùng để điều trị đau họng và ho [26]. Ở Ấn Độ, một chất đục từ hạt được sử dụng để làm giảm đau khi đi tiểu và khó tiêu. Trong y học dân gian Trung Quốc, hoa bụp giấm được sử dụng để điều trị rối loạn gan và huyết áp cao [25] Các thành phần chính của hoa bụp giấm có liên quan đến tính dược học là acid hữu cơ, anthocyanin, polysaccharide và flavonoid [27]. Anthocyanin là nhóm chất dẫn xuất của flavonoid và các sắc tố tự nhiên có trong hoa của bụp giấm và màu của anthocyanin thay đổi theo pH. Thành phần chính các anthocyanin có trong hoa bụp giấm và được sử dụng làm chất màu thực phẩm là: delphinidin-3-O-glucoside, delphinidin-3-O- sambubioside, cyanidin-3-glucoside, delphinidin-3-glucoside [3]. Ngoài ra, trong đài hoa bụp giấm còn có ascorbic acid, cyanidin-3-rutinose [28]. Các chiết xuất của đài hoa bụp giấm khô đã được biết là có chứa các thành phần hóa học như acid hữu cơ (acid citric, acid ascorbic, acid maleic, acid hibiscic, acid oxalic, acid tartaric), phytosterol, polyphenol, anthocyanin và các chất chống oxy hóa tan trong nước khác [28], [29]. Các acid hữu cơ cùng với các thành phần hoạt tính sinh học có khả năng bắt gốc tự do [30]. Hiệu quả sức khỏe có lợi chủ yếu là do các phân tử hoạt tính sinh học này. Bảng 1 cho thấy phần polyphenolic (hợp chất hoạt tính sinh học) có trong chiết xuất của bụp giấm theo báo cáo của các nhóm nghiên cứu khác nhau. Jabeur et al. (2017) đã báo cáo gần đây acid oxalic, acid shikimic và fumaric như là các acid hữu cơ chính với acid malic (9.10 g/100 g) là acid có nhiều nhất trong đài hoa bụp giấm [31]. Nguồn gốc của nhiều chất điều trị là do các chất chuyển hóa thứ cấp trong cây. Đài hoa bụp giấm là một nguồn thú vị của các phân tử hoạt tính sinh học tiềm năng với các hoạt động chống oxy hóa, hạ huyết áp, chống vi trùng, chống viêm, chống đái tháo đường và chống ung thư. Nhiều cuộc khảo sát khoa học đã tiết lộ rằng đài hoa bụp giấm rất giàu polyphenol và flavonoid giúp tăng giá trị dinh dưỡng của roselle vì các hợp chất này có tương quan với đặc tính chống oxy hóa của chúng. Hàm lượng phenolic trong cây bao gồm chủ yếu là anthocyanin như delphinidin-3-glucoside, sambubioside và cyanidine-3-sambubioside [31], [32] và các flavonoid khác như gossypetine hibiscetin và glycoside tương ứng của chúng; acid protocatechuic, eugenol và sterol như- sitoesterol và ergoesterol [28], [33], [34]. Các phân tử anthocyanin dễ bị thoái hóa. Độ 11
24. ổn định của chúng phụ thuộc vào pH, nhiệt độ, sự hiện diện của enzyme, ánh sáng và cấu trúc, sự hiện diện của các flavonoid khác, acid phenolic và kim loại [35]. Các nhà nghiên cứu chủ yếu sử dụng dung môi nước hoặc dung môi hữu cơ để trích xuất polyphenol và anthocyanin từ đài hoa bụp giấm. Các kỹ thuật chiết xuất khác nhau và các giống khác nhau của bụp giấm được sử dụng trong các nghiên cứu khác nhau. Luvonga et al. (2010) đã báo cáo tổng hàm lượng phenolic là 6.06 mg/g trong chiết xuất hoa hồng [30]. Jabeur et al. (2017) trong nghiên cứu gần đây đã xác định được hàm lượng của delphinedin-3-o-sambubioside, delphinidin 3-o glucoside và cyanidine-3-o- sambubioside trong bụp giấm lần lượt là 7.03 mg/g, 1.54 mg/g và 4.40 mg/g [31]. 12
25. Chương 3. NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 3.1 NGUYÊN LIỆU BỤP GIẤM Hoa bụp giấm khô được mua từ Công ty Việt Hibiscus (Tp. Hồ Chí Minh, Việt Nam). Bụp giấm được trồng ở Biên Hòa (Đồng Nai). Sau khi thu hoạch, hoa bụp giấm tươi được sấy đối lưu bằng không khí nóng ở nhiệt độ 60°C. Sản phẩm khô được bảo quản trong túi polyethylene ở nơi khô ráo, thoáng mát, tránh ánh nắng trực tiếp. Hình 3.1 Nguyên liệu hoa bụp giấm khô (Công ty Việt Hibiscus) 3.2 DỤNG CỤ – THIẾT BỊ – HÓA CHẤT 3.2.1 Dụng cụ - thiết bị Cốc thuỷ tinh Giá ống nghiệm pH kế Pipet Erlen Bình định mức Nhiệt kế Ống nghiệm Bình định mức Ống ly tâm Cốc thuỷ tinh Phễu Micropipet Đũa thuỷ tinh 13
26. Hình 3.2 Máy quang phổ UV-1800 Hình 3.3 Máy ly tâm 80-2 (Wincom (Shimadzu Schweiz GmbH) Company Ltd.) Hình 3.4 Máy đo màu CR-400 (Minolta Hình 3.5 Cân phân tích PA (OHAUS Sensing Europe B.V.) Instruments Co.,Ltd.) Hình 3.6 Máy cô quay chân không HS- Hình 3.7 Tủ sấy UN55 (Memmert GmbH + 2005V (JJS Technical Services) Co.KG) 14
27. 3.2.2 Hóa chất 2,9-Dimethyl-1,10-phenanthroline (neocuproine), 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH), acid gallic, 2,4,6-tripyridyl-s-triazine (TPTZ) and 6-hydroxy-2,5,7,8 tetramethylchroman-2-carboxylic acid (Trolox), 2,2′-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline- 6-sulfonic acid) (ABTS) được mua từ Sigma-Aldrich. Thuốc thử Folin-Ciocalteu được chuẩn bị bằng cách phối trộn NaWO4.H2O và Na2MoO4.H2O trong dung dịch acid phosphoric, đun trong 10 h và bổ sung LiSO4 để thu được dung dịch màu vàng trong suốt. Maltodextrin DE 10, gum arabic, konjac (Saphenix), inulin (Himedia), được sử dụng làm chất mang cho quá trình vi bao. Ammonium acetate, Sodium acetate trihydrate, vanillin, acetic acid, amonium acetate, Na2CO3, methanol, ethanol, K2S2O8, H3PO4, HCl, KCl, FeCl3.6H2O, và các hóa chất khác đều đạt chuẩn phân tích. 3.3 THỜI GIAN VÀ ĐỊA ĐIỂM NGHIÊN CỨU 3.3.1 Thời gian nghiên cứu Nghiên cứu được thực hiện từ ngày 15 tháng 6 năm 2019 đến ngày 15 tháng 9 năm 2019. 3.3.2 Địa điểm nghiên cứu Nghiên cứu được thực hiện tại Phòng thí nghiệm Hóa phân tích, trường ĐH Nguyễn Tất Thành, 331 Quốc lộ 1A, Phường An Phú Đông, Quận 12, Tp.HCM. 3.4 PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 3.4.1 Quy trình trích ly đài hoa bụp giấm 25g mẫu bụp giấm khô xay nhuyễn được trích ly tại nhiệt độ 50ºC trong 30 phút bằng 40 mL dung môi ethanol 70% (v/v) được acid hóa đến pH 2 bằng cách sử dụng acid hydrochloric 2 N. Sau khi trích ly, dịch trích được thu nhận bằng cách lọc qua giấy lọc Whatman No.2. Dịch lọc được cô đặc bằng thiết bị cô quay chân không ở nhiệt độ 55ºC trong 30 phút để loại bỏ dung môi ethanol. Để xác định lượng chất mang cần thiết trong quá trình vi bao, dịch cô đặc được phân tích hàm lượng anthocyanin. Kết quả thu được cho thấy dịch bụp giấm cô đặc có hàm lượng anthocyanin là 0.87 g/L. 15
28. 3.4.2 Quy trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ đài hoa bụp giấm Dịch trích anthocyanin sau khi cô đặc được phối trộn với chất mang theo tỉ lệ nồng độ giữa anthocyanin và chất mang là 1:100. Công thức phối trộn chất mang được mô tả trong Bảng 3.1. Bảng 3.1 Công thức phối trộn chất mang trong quá trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ bụp giấm Công thức Ký hiệu % Maltodextrin % Gum arabic % Inulin % Konjac Maltodextrin MD 100 - - - Gum arabic GA 100 - - - Maltodextrin+gum arabic MD/GA 50 50 - - Maltodextrin+inulin MD/INU 50 - 50 - Maltodextrin+konjac MD/KON 50 - - 50 Quá trình sấy phun được tiến hành trong thiết bị sấy phun Labplant SD-06AG (Keison, UK). Tốc độ nhập liệu được cố định ở 500 mL/h. Nhiệt độ đầu vào được cố định ở 170°C với nhiệt độ đầu ra là 98°C. Các mẫu sau khi sấy phun được bảo quản lạnh ở 4°C trong túi polyethylene cho đến khi đem phân tích 3.5 PHƯƠNG PHÁP PHÂN TÍCH 3.5.1 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do DPPH Phương pháp DPPH được xem là một trong những phương pháp so màu chuẩn và dễ dàng để đánh giá các đặc tính chống oxy hóa của các hợp chất chống oxy hóa. Phương pháp này dựa trên nguyên tắc gốc tự do DPPH nhận nguyên tử hydro (H) của chất chống oxy hóa, dẫn đến giảm DPPH làm thay đổi màu sắc từ màu tím sang màu vàng [36]. Dung dịch gốc được pha chế bằng cách hòa tan 24 mg DPPH với 100 mL methanol và sau đó được bảo quản ở nhiệt độ 4ºC cho đến khi đạt được 48 giờ. Dung dịch thuốc thử được pha loãng bằng methanol về độ hấp thụ 1.10 ± 0.02 đơn vị ở 515 nm bằng máy đo quang phổ. Dung dịch phân tích (150 μL) được phản ứng với 2850 μL dung dịch DPPH trong 30 phút trong điều kiện tối. Sau đó, độ hấp thụ được thực hiện ở 515nm bằng máy đo quang phổ. 16
29. 3.5.2 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do ABTS Trong phương pháp này, ABTS•+ bị oxy hóa bởi kali persulfate tạo thành cation gốc của nó (ABTS+) có màu xanh đậm. Khả năng bắt gốc tự do và khả năng chống oxy hóa của các hợp chất được đo bằng khả năng làm giảm màu của thuốc thử khi phản ứng trực tiếp với gốc ABTS. ABTS•+ được áp dụng cho cả hợp chất ưa béo và ưa nước [37]. Dung dịch ABTS•+ được pha loãng với methanol để thu được độ hấp thụ 1.10 ± 0.02 ở 734 nm. Dung dịch phân tích (150 μL) được phản ứng với 2850 μL thuốc thử ABTS trong 30 phút trong điều kiện tối. Sau đó, độ hấp thụ được thực hiện ở 734 nm bằng máy quang phổ. 3.5.3 Xác định hoạt tính khử sắt (FRAP) Phương pháp FRAP đo khả năng của các chất chống oxy hóa khử phức hợp sắt 3+ 3+ 2,4,6-tripyridyl-s-triazine [Fe -(TPTZ)2] thành phức chất màu có màu xanh đậm 2+ 2+ [Fe -(TPTZ)2] trong môi trường acid [38]. Thuốc thử FRAP được điều chế như sau:dung dịch đệm acetate (300 mM, pH 3.6), dung dịch TPTZ được pha trong HCl (40 mM) và dung dịch FeCl3.6H2O (20 mM) được trộn theo tỷ lệ thể tích 10: 1: 1. Dịch phân tích (150 µL) được cho phản ứng với 2850 µL thuốc thử FRAP trong 30 phút trong bóng tối. Sau đó, độ hấp thu được đo ở bước sóng 593 nm. 3.5.4 Xác định hoạt tính khử đồng (CUPRAC) Phương pháp CUPRAC dựa trên phép đo độ hấp thụ của Cu (I) - chocate neocuproine (Nc) được hình thành do phản ứng oxi hóa khử của các chất chống oxy hóa phá vỡ chuỗi bằng thuốc thử CUPRAC, Cu (II)-Nc, trong đó độ hấp thụ được ghi nhận tại bước sóng hấp thụ ánh sáng cực đại 450nm [39]. Dịch phân tích (0.5 mL) được thêm vào hỗn hợp phản ứng có chứa CuCl2 (1 mL, 10 mM), neocuproine (1 mL, 7.5 mM) và dung dịch đệm NH4Ac (1 mL, 1 M, pH 7.0). Sau đó, ộđ hấp thụ được xác định ở 450 nm sau khi ủ 30 phút ở nhiệt độ phòng. 3.6 PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ SỐ LIỆU Dữ liệu thực nghiệm được phân tích bằng phần mềm SPSS 15 (SPSS Inc. Chicago, U.S.A) sử dụng những kỹ thuật thống kê cơ bản. Phân tích phương saiộ m t nhân tố (one- way ANOVA) được áp dụng để xác định sự khác nhau giữa các chế độ xử lý mẫu và Tukey’s Multiple Range test được áp dụng để xác định sự khác biệt có ý nghĩa ữgi a các 17
30. giá trị trung bình ở mức ý nghĩa 5%. Tất cả thí nghiệm và những chỉ tiêu phân tích được lặp lại 3 lần. 18
31. Chương 4. KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN 4.1 ẢNH HƯỞNG CỦA LOẠI CHẤT MANG LÊN DPPH VÀ ABTS Quá trình sấy phun được sử dụng phổ biến để vi bao các thành phần mẫn cảm với sự phân hủy bởi các tác nhân bên ngoài [40], [41]. Trong số các polymer được sử dụng làm chất mang, maltodextrin là một trong những chất mang quan trọng và được sử dụng phổ biến nhất vì nó tạo thành dung dịch có độ nhớt thấp ở nồng độ sử dụng cao – một đặc tính rất quan trọng trong quá trình sấy phun [41], [42]. Ngoài ra, maltodextrin còn có ưu điểm giá thành rẻ và có vị dễ chịu [43]. Tuy nhiên, hạn chế lớn nhất của vật liệu tường này là khả năng nhũ hóa thấp và khả năng lưu giữ biên của các chất bay hơi [44], [45]. Do đó, nó thường được sử dụng trong hỗn hợp với các vật liệu tường khác. Các tác nhân chất mang có thể được kết hợp để có được một ma trận hiệu quả và ổn định hơn [46]. Trong nghiên cứu này, sự hỗ trợ của các chất mang khác như gum arabic, inulin và konjac được khảo sát nhằm cải thiện khả năng vi bao của maltodextrin. Mẫu chỉ sử dụng maltodextrin và gum arabic được sử dụng để so sánh với các mẫu sử dụng hỗn hợp nhiều chất mang. Ảnh hưởng của các chất mang khác nhau lên khả năng bắt gốc tự do của DPPH từ đài hoa bụp giấm sấy phun được thể hiện trên Hình 4.1. Kết quả cho thấy các chất mang khác nhau ảnh hưởng đáng kể đến khả năng bắt gốc tự do của DPPH. Hỗn hợp chất mang MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%) dẫn đến việc tăng đáng kể khả năng bắt gốc tự do của DPPH. Khi thay đổi chất mang khác nhau, MD cho thấy khả năng bắt gốc tự do của DPPH cao nhất 4380.48 mg TE/g DW. Theo báo cáo của Tonon et al. (2010), maltodextrin và gum arabic không có sự khác biệt đáng kể về cả hàm lượng anthocyanin và hoạt tính chống oxy hóa, trong khi các loại tinh bột khi được bổ sung vào dịch trước sấy phun có tỷ lệ lưu giữ anthocyanin thấp nhất và khả năng bắt gốc tự do DPPH thấp nhất trong quá trình sấy phun. Mặt khác, tinh bột không hòa tan tốt và bột thu được có thể bao gồm các hạt của nước ép sấy phun và các hạt tinh bột sắn tách ra. Trong trường hợp này, nước trái cây không được đóng gói và tác nhân mang chỉ được sử dụng như một công cụ hỗ trợ cho việc sấy phun, đây có thể là lý do cho việc lưu giữ anthocyanin thấp hơn và hoạt động chống oxy hóa khi sử dụng tác nhân này [41]. Tuy nhiên, konjac là một polysaccharide hòa tan trong nước và trung tính được tìm thấy trong rễ và củ của cây Amorphophallus konjac và đã được sử dụng rộng rãi trong thực phẩm chế biến và vật liệu y sinh [47]. Konjac là hydrocolloid ăn được với đặc tính tạo màng tốt. Konjac cũng đã nhận được nhiều sự chú ý hơn trong 19
32. lĩnh vực sản xuất thuốc do khả năng phân hủy sinh học và khả năng tạo gel của nó. Các màng konjac có tính chất rào cản hơi nước tốt so với các màng polysaccharide khác [48]. Do đó, konjac có thể đóng vai trò như ộm t lớp màng ưa nước giúp cố định các thành phần tan trong nước như anthocyanin, phenolic trong nguyên liệu. 5000 4500 d 4000 c 3500 b b a 3000 2500 2000 DPPH (mg TE/g DW)TE/g DPPH(mg 1500 1000 500 0 MD GA MD/GA MD/INU MD/KON Chất mang Hình 4.1 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính bắt gốc tự do DPPH (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). Theo Tonon et al. (2010) [41], các loại bột maltodextrin có khả năng tạo ra sản phẩm có hoạt tính chống oxy hóa cao hơn so với đối chứng. Tác giả Oki et al. (2002) [49] cũng đã báo cáo rằng hoạt động chống oxy hóa chiếm ưu thế trong bột khoai lang tím được quy cho anthocyanin. Ít nhất một nhóm caffeoyl được acyl hóa thành anthocyanin góp phần vào hoạt động bắt gốc tự do cao cũng cho thấy rằng tổng hoạt tính chống oxy hóa có tương quan cao với tổng hàm lượng phenolic và anthocyanin [50]. Tanongkankit và cộng sự. (2015) [51] đã phát hiện ra rằng toàn bộ hoạt tính chống oxy hóa, được đo bằng cách quét gốc DPPH, liên tục giảm trong quá trình sấy. Xu et al. (2014) cũng báo cáo rằng hoạt động quét gốc DPPH bị ảnh hưởng bởi các phương pháp 20
33. chế biến dịch trích bắp cải tím. Điều này có thể được giải thích bằng sự gia tăng của chất khô gây ra bởi sự gia tăng số lượng chất vi bao [52]. Ảnh hưởng của các chất mang khác nhau lên khả năng bắt gốc tự do của ABTS từ đài hoa bụp giấm sấy phun được thể hiện trên Hình 4.2. 10000 9000 b 8000 7000 a a a a 6000 5000 4000 ABTS (mg TE/g TE/g DW)ABTS (mg 3000 2000 1000 0 MD GA MD/GA MD/INU MD/KON Chất mang Hình 4.2 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính bắt gốc tự do ABTS (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). Kết quả cho thấy các chất mang khác nhau ảnh hưởng đáng kể đến khả năng bắt gốc tự do của ABTS. Hỗn hợp chất mang MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%) dẫn đến việc tăng đáng kể khả năng bắt gốc tự do của DPPH. Khi thay đổi chất mang khác nhau ở tỷ lệ MD/KON thì khả năng bắt gốc tự do của ABTS cao nhất 8351.03 mg TE/g DW tương ứng. Ngoài ra, ở các chất mang khác nhau thì nhiệt độ sấy phun ảnh hưởng không đáng kể lên khả năng bắt gốc tự do của ABTS. Nói chung, nhiệt độ đầu vào cao hơn gây ra sự suy giảm của anthocyanin, và do đó thấp hơn hoạt động bắt gốc tự do [53]. 21
34. Do hàm lượng protein của bột dâu đen thấp hơn 0.1%, sự gia tăng hoạt tính chống oxy hóa trong các mẫu này có lẽ là do thủy phân các hợp chất phenolic trong quá trình sấy được sản xuất với sự pha trộn của cả hai chất mang [54], [55]. Hiện tượng này cũng có thể liên quan đến sự thủy phân các hợp chất phenolic hoặc thậm chí ếđ n sự hình thành hoặc giải phóng các hợp chất có khả năng chống oxy hóa có thể làm vô hoạt các gốc tự do, như các hợp chất trung gian [56]. Hoạt động chống oxy hóa có thể được sửa đổi bởi quá trình đóng gói và / hoặc tương tác với vật liệu tường. Aguiar et al. (2017) đã đánh giá quá trình vi nang bằng cách sấy phun chất chống oxy hóa tự nhiên và cho thấy giá trị cao hơn sau quá trình, chứng minh rằng quá trình vi nang không làm giảm khả năng chống oxy hóa [57]. Ở đây, cả hoạt động chống oxy hóa và hàm lượng anthocyanin đều có thể được coi là không đổi, điều này chứng thực cho hiệu quả và tầm quan trọng của quá trình vi nang sắc tố. Ngoài ra, quan sát này củng cố mối quan hệ giữa hoạt động chống oxy hóa và hàm lượng anthocyanin trong các sản phẩm thực phẩm, như đã được Kardum et al. (2014) quan sát trong nghiên cứu của mình. Anthocyanin góp phần vào hoạt động chống oxy hóa mạnh mẽ của quả mọng tươi và nước ép thương mại [58]. Theo Yousefi et al. (2010) khảo sát trên dịch ép lựu cho biết rằng sự lưu giữ của anyhocyanin bị ảnh hưởng bởi nhiệt độ, do đó, nhiệt độ phù hợp đã được sử dụng cho tất cả các thí nghiệm. Sự thay đổi về hàm lượng anthocyanin của các mẫu có thể liên quan đến tác nhân mang và hành vi của nó trong quá trình sấy phun nước ép lựu [59]. Vi nang của anthocyanin chiết xuất từ cà rốt đen trong quá trình sấy phun được nghiên cứu bởi Ersus và Yurdagel (2007) ở ba nhiệt độ sấy (160°C, 180°C, 200°C) và ba loại maltodextrin (DE 10, 20, 30) [60]. Các tác giả đã xác minh rằng các loại bột có chứa maltodextrin có DE cao hơn ở 160°C cho thấy khả năng lưu giữ sắc tố lớn hơn so với các chất được sản xuất ở nhiệt độ cao hơn. Hơn nữa, maltodextrin với DE cao hơn làm tăng sự kết tụ của bột và tiếp xúc với oxy, làm giảm quá trình oxy hóa và anthocyanin. Theo Yousefi et al. (2010) sự kết tụ và độ dính lớn hơn, nhưng hàm lượng anthocyanin thấp nhất, được quan sát thấy khi bột được sản xuất bằng cách sử dụng tinh bột nếp làm sóng mang chính. Độ dính của chất mang cao có thể là nguyên nhân của hàm lượng anthocyanin thấp hơn [59]. 4.2 ẢNH HƯỞNG CỦA LOẠI CHẤT MANG LÊN FRAP VÀ CUPRAC Đối với những chỉ tiêu hoạt tính chống oxy hóa, trong khi hoạt tính DPPH và ABTS được sử dụng để đánh già khả năng bắt các gốc tự do này thì phương pháp FRAP và CUPRAC lại có vai trò đánh giá khả năng bắt giữ các ion kim loại chuyển tiếp đa hóa 22
35. trị như Fe và Cu do những ion này đóng vai trò xúc tác trong phản ứng oxy hóa dây chuyền nhờ vào khả năng cho và nhận electron [39]. Tác động năngquá trình vi nang bởi các chất mang khác nhau được đánh giá đối với hoạt tính chống oxy hóa (FRAP và CUPRAC) của bột chất màu từ đài hoa ụb p giấm thu nhận trong quá trình sấy phun được thể hiện trong Hình 4.3 và Hình 4.4 10000 9000 c 8000 7000 b b b 6000 a 5000 4000 FRAP (mg TE/g DW)TE/g (mg FRAP 3000 2000 1000 0 MD GA MD/GA MD/INU MD/KON Chất mang Hình 4.3 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính khử sắt FRAP (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). Kết quả cho thấy ảnh hưởng của các loại chất mang ảnh hưởng đáng kể lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun. Kết quả cho thấy sử dụng chất mang MD/KON có hoạt tính chống oxy hóa cao nhất khoảng 8161.59 mg TE/g DW. Mẫu bột bụp giấm sử dụng chất mang maltodextrin làm chất mang có hoạt tính chống oxy hóa FRAP thấp nhất khoảng 5665.93 mg TE/g DW. Theo [61] đã báo cáo rằng, sử dụng nhiều chất mang cho nguyên liệu trái barberry (Berberis vulgaris) thì kết quả cho thấy sử dụng chất mang MD+GA có hiệu suất vi bao cao. Kết quả này phù hợp với thực tế là nếu sử dụng một loại chất mang để vi bao thì sẽ 23
36. không có tất cả các đặc tính cần thiết, do đó sử việc sử dụng nhiều loại chất mang thì sẽ tạo hỗn hợp carbohydrate với protein và polysaccharide dẫn đến hiệu quả cao [62]. Gum arabic là một loại dị chất có đường phân nhánh cao, chứa một lượng nhỏ protein liên kết cộng hóa trị với chuỗi carbohydrate, hoạt động như một tác nhân tạo màng và gắn kết các phân tử trong vi bao. Sử dụng maltodextrin một mình làm vật liệu tường cho hiệu quả thấp nhất do thiếu chất nhũ hóa và khả năng tạo màng thấp. 16000 e 14000 d 12000 b a 10000 c 8000 6000 CUPRAC (mg TE/g DW)TE/g (mg CUPRAC 4000 2000 0 MD GA MD/GA MD/INU MD/KON Chất mang Hình 4.4 Ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính khử đồng CUPRAC (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. Ghi chú: MD: maltodextrin, GA: gum arabic, MD/GA: maltodextrin 50% + gum arabic 50%, MD/INU: maltodextrin 50% + inulin 50%, MD/KON: maltodextrin 50% + konjac 50%. Các ký hiệu chữ giống nhau thể hiện giá trị trung bình không khác nhau có nghĩa khi phân tích ANOVA (p < 0.05). Đối với chỉ tiêu hoạt tính chống oxy hóa CUPRAC, kết quả cho thấy sử dụng MD/KON có hoạt tính chống oxy hóa CUPRAC cao nhất khoảng 13862.01 mg TE/g DW. Hỗn hợp chất mang MD/GA có hoạt tính chống oxy hóa thấp nhất khoảng 8990.78 mg TE/g DW. Theo Wilkowska et al. (2016), việc sử dụng maltodextrin làm chất mang để vi bao dịch trái chokeberry thì hoạt tính chống oxy hóa cao hơn là sử dụng maltodextrin với gum arabic [63]. 24
37. Chương 5. KẾT LUẬN VÀ KHUYẾN NGHỊ 5.1 KẾT LUẬN Trong nghiên cứu này, ảnh hưởng của các loại chất mang khác nhau lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm được khảo sát. Các chất mang được khảo sát bao gồm: maltodextrin, gum arabic, maltodextrin 50% + gum arabic 50%, maltodextrin 50% + inulin 50%, maltodextrin 50% + konjac 50% và chỉ tiêu hoạt tính chống oxy hóa là khả năng bắt gốc tự do DPPH, ABTS và khả năng khử FRAP, CUPRAC. Nhìn chung, việc sử dụng các chất hỗ trợ trong quá trình sấy phun cải thiện hoạt tính chống oxy hóa của bột đài hoa bụp giấm. Đặc biệt, konjac thể hiện là chất hỗ trợ việc lưu giữ hoạt tính chống oxy hóa của sản phẩm tốt nhất ở cả 4 chỉ tiêu hoạt tính chống oxy hóa. Xét trên hoạt tính bắt gốc tự do DPPH và FRAP, sự bổ sung gum arabic và inulin làm tăng giá trị hoạt tính so với trường hợp sử dụng maltodextrin đơn lẻ. Tuy nhiên, hoạt tính bắt gốc tự do ABTS thay đổi không đáng kể khi sử dụng kết hợp inulin và gum arabic so với giá trị này của mẫu chỉ sử dụng maltodextrin. 5.2 KHUYẾN NGHỊ Trong quá trình nghiên cứu, do thời gian thí nghiệm và điều kiện trang thiết bị còn hạn chế nên nghiên cứu vẫn còn nhiều khía cạnh và những khảo sát chưa thực hiện được. Những vấn đề cần được nghiên cứu kỹ hơn trong những nghiên cứu tiếp theo bao gồm: - Ảnh hưởng của các mức nhiệt độ khác nhau và các chất mang khác nhau; - Khảo sát các tính chất vật lý của các loại chất mang như xanthan gum, whey protein; - Sử dụng những phương pháp vi bao khác như tạo gel ion, sấy thăng hoa. 25
38. TÀI LIỆU THAM KHẢO [1] P.-J. Tsai, J. McIntosh, P. Pearce, B. Camden, and B. R. Jordan, “Anthocyanin and antioxidant capacity in Roselle (Hibiscus sabdariffa L.) extract,” Food Res. Int., vol. 35, no. 4, pp. 351–356, 2002. [2] M. Rein, “Copigmentation reactions and color stability of berry anthocyanins,” 2005. [3] J. R. Frank, The CanMEDS 2005 physician competency framework: better standards, better physicians, better care. Royal College of Physicians and Surgeons of Canada, 2005. [4] C. Thies, “Microencapsulation: methods and industrial applications,” Benita (ed.), 1996. [5] S. K. F. Gibbs Inteaz Alli, Catherine N. Mulligan, Bernard, “Encapsulation in the food industry: a review,” Int. J. Food Sci. Nutr., vol. 50, no. 3, pp. 213–224, 1999. [6] A. G. Gaonkar, N. Vasisht, A. R. Khare, and R. Sobel, Microencapsulation in the Food Industry A Practical Implementation Guide, vol. 53. 2014. [7] J. Oxley, “Overview of microencapsulation process technologies,” in Microencapsulation in the food industry, Elsevier, 2014, pp. 35–46. [8] A. S. Mujumdar, Handbook of industrial drying. CRC press, 2014. [9] J. B. Harborne and R. J. Grayer, “The anthocyanins,” in The flavonoids, Springer, 1988, pp. 1–20. [10] R. Brouillard, O. Dangles, M. Jay, J. P. Biolley, and N. Chirol, “Polyphenols and pigmentation in plants,” 1993. [11] F. J. Francis and P. C. Markakis, “Food colorants: anthocyanins,” Crit. Rev. Food Sci. Nutr., vol. 28, no. 4, pp. 273–314, 1989. [12] R. L. Jackman and J. L. Smith, “Anthocyanins and betalains,” in Natural food colorants, Springer, 1996, pp. 244–309. [13] R. E. Wrolstad, “Anthocyanin pigments—Bioactivity and coloring properties,” J. Food Sci., vol. 69, no. 5, pp. C419–C425, 2004. [14] J. B. Harborne, “The Flavonoids: Recent Advances.,” Plant Pigment., pp. 299– 343, 1988. [15] P. Bridle and C. F. Timberlake, “Anthocyanins as natural food colours—selected aspects,” Food Chem., vol. 58, no. 1–2, pp. 103–109, 1997. [16] J.-M. Kong, L.-S. Chia, N.-K. Goh, T.-F. Chia, and R. Brouillard, “Analysis and biological activities of anthocyanins,” Phytochemistry, vol. 64, no. 5, pp. 923– 933, 2003. [17] J. He and M. M. Giusti, “High-purity isolation of anthocyanins mixtures from fruits and vegetables–A novel solid-phase extraction method using mixed mode 26
39. cation-exchange chromatography,” J. Chromatogr. A, vol. 1218, no. 44, pp. 7914–7922, 2011. [18] A. Heins, H. Stockmann, and K. Schwarz, “Antioxidants-Designing" Anthocyanin-Tailored" Food Composition,” Spec. Publ. R. Soc. Chem., vol. 269, pp. 378–381, 2001. [19] D. Ghosh and T. Konishi, “Anthocyanins and anthocyanin-rich extracts: role in diabetes and eye function,” Asia Pac. J. Clin. Nutr., vol. 16, no. 2, pp. 200–208, 2007. [20] I. A. Ross, “Hibiscus sabdariffa,” in Medicinal plants of the world, Springer, 2003, pp. 267–275. [21] I. G. Bako, M. A. Mabrouk, and A. Abubakar, “Antioxidant effect of ethanolic seed extract of hibiscus sabdariffa linn (Malvaceae) alleviate the toxicity induced by chronic administration of sodium nitrate on some haematological parameters in wistars rats,” Adv. J. Food Sci. Technol., vol. 1, no. 1, pp. 39–42, 2009. [22] M. K. Bolade, I. B. Oluwalana, and O. Ojo, “Commercial practice of roselle (Hibiscus sabdariffa L.) beverage production: Optimization of hot water extraction and sweetness level,” World J. Agric. Sci., vol. 5, no. 1, pp. 126–131, 2009. [23] S. Kochhar, V. K. Kochhar, and P. V Sane, “Isolation, chacterization and regulation of isoenzymes of aspartate kinase differentially sensitive to calmodulin from spinach leaves,” Biochim. Biophys. Acta (BBA)-General Subj., vol. 880, no. 2–3, pp. 220–225, 1986. [24] K. Clegg and A. D. Morton, “The phenolic compounds of blackcurrant juice and their protective effect on ascorbic acid,” Int. J. Food Sci. Technol., vol. 3, no. 3, pp. 277–284, 1968. [25] J. F. Morton, Fruits of warm climates. JF Morton, 1987. [26] H. D. Neuwinger, African traditional medicine: a dictionary of plant use and applications. With supplement: search system for diseases. Medpharm, 2000. [27] H. Eggensperger and M. Wilker, “Hibiscus extract-a complex of active substances tolerated by the skin: Part 1,” Parfum. UND Kosmet., vol. 77, pp. 540–543, 1996. [28] N. Mahadevan and P. Kamboj, “Hibiscus sabdariffa Linn.–an overview,” 2009. [29] P.-D. Duh and G.-C. Yen, “Antioxidative activity of three herbal water extracts,” Food Chem., vol. 60, no. 4, pp. 639–645, 1997. [30] W. A. Luvonga, M. S. Njoroge, A. Makokha, and P. W. Ngunjiri, “Chemical characterisation of Hibiscus sabdariffa (Roselle) calyces and evaluation of its functional potential in the food industry,” in JKUAT ANNUAL SCIENTIFIC CONFERENCE PROCEEDINGS, 2010, pp. 631–638. [31] I. Jabeur et al., “Hibiscus sabdariffa L. as a source of nutrients, bioactive compounds and colouring agents,” Food Res. Int., vol. 100, pp. 717–723, 2017. [32] A. Sinela, N. Rawat, C. Mertz, N. Achir, H. Fulcrand, and M. Dornier, 27
40. “Anthocyanins degradation during storage of Hibiscus sabdariffa extract and evolution of its degradation products,” Food Chem., vol. 214, pp. 234–241, 2017. [33] B. H. Ali, N. Al Wabel, and G. Blunden, “Phytochemical , Pharmacological and Toxicological Aspects of Hibiscus sabdariffa L .: A Review,” vol. 375, no. October 2004, pp. 369–375, 2005. [34] V. Hirunpanich et al., “Hypocholesterolemic and antioxidant effects of aqueous extracts from the dried calyx of Hibiscus sabdariffa L. in hypercholesterolemic rats,” J. Ethnopharmacol., vol. 103, no. 2, pp. 252–260, 2006. [35] Z. Idham, I. I. Muhamad, S. H. MOHD SETAPAR, and M. R. Sarmidi, “Effect of thermal processes on roselle anthocyanins encapsulated in different polymer matrices,” J. Food Process. Preserv., vol. 36, no. 2, pp. 176–184, 2012. [36] K. Mishra, H. Ojha, and N. K. Chaudhury, “Estimation of antiradical properties of antioxidants using DPPH assay: A critical review and results,” Food Chem., vol. 130, no. 4, pp. 1036–1043, 2012. [37] M. B. Arnao, A. Cano, and M. Acosta, “The hydrophilic and lipophilic contribution to total antioxidant activity,” Food Chem., vol. 73, no. 2, pp. 239– 244, 2001. [38] I. F. F. Benzie and J. J. Strain, “The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of ‘antioxidant power’: the FRAP assay,” Anal. Biochem., vol. 239, no. 1, pp. 70–76, 1996. [39] R. Apak, K. Güçlü, M. Özyürek, S. Esin Karademir, and E. Erçağ, “The cupric ion reducing antioxidant capacity and polyphenolic content of some herbal teas,” Int. J. Food Sci. Nutr., vol. 57, no. 5–6, pp. 292–304, 2006. [40] M. I Ré, “Microencapsulation by spray drying,” Dry. Technol., vol. 16, no. 6, pp. 1195–1236, 1998. [41] R. V Tonon, C. Brabet, and M. D. Hubinger, “Anthocyanin stability and antioxidant activity of spray-dried açai (Euterpe oleracea Mart.) juice produced with different carrier agents,” Food Res. Int., vol. 43, no. 3, pp. 907–914, 2010. [42] S. Berg, M. Bretz, E. M. Hubbermann, and K. Schwarz, “Influence of different pectins on powder characteristics of microencapsulated anthocyanins and their impact on drug retention of shellac coated granulate,” J. Food Eng., vol. 108, no. 1, pp. 158–165, 2012. [43] G. A. Rocha, M. A. Trindade, F. M. Netto, and C. S. Fávaro-Trindade, “Microcapsules of a casein hydrolysate: production, characterization, and application in protein bars,” Food Sci. Technol. Int., vol. 15, no. 4, pp. 407–413, 2009. [44] J. Finney, R. Buffo, and G. A. Reineccius, “Effects of type of atomization and processing temperatures on the physical properties and stability of spray‐dried flavors,” J. Food Sci., vol. 67, no. 3, pp. 1108–1114, 2002. [45] S. Krishnan, R. Bhosale, and R. S. Singhal, “Microencapsulation of cardamom oleoresin: Evaluation of blends of gum arabic, maltodextrin and a modified starch 28
41. as wall materials,” Carbohydr. Polym., vol. 61, no. 1, pp. 95–102, 2005. [46] B. R. Bhandari, N. Datta, and T. Howes, “Problems associated with spray drying of sugar-rich foods,” Dry. Technol., vol. 15, no. 2, pp. 671–684, 1997. [47] H. Molavi, S. Behfar, M. A. Shariati, M. Kaviani, and S. Atarod, “A review on biodegradable starch based film.,” J. Microbiol. Biotechnol. Food Sci., vol. 4, no. 5, 2015. [48] S. B. Nair, A. N. Jyothi, M. S. Sajeev, and R. Misra, “Rheological , mechanical and moisture sorption characteristics of cassava starch-konjac glucomannan blend films,” pp. 728–739, 2011. [49] T. Oki, M. Masuda, S. Furuta, Y. Nishiba, N. Terahara, and I. Suda, “Involvement of anthocyanins and other phenolic compounds in radical‐scavenging activity of purple‐fleshed sweet potato cultivars,” J. Food Sci., vol. 67, no. 5, pp. 1752–1756, 2002. [50] Y.-C. Huang, Y.-H. Chang, and Y.-Y. Shao, “Effects of genotype and treatment on the antioxidant activity of sweet potato in Taiwan,” Food Chem., vol. 98, no. 3, pp. 529–538, 2006. [51] Y. Tanongkankit, N. Chiewchan, and S. Devahastin, “Evolution of antioxidants in dietary fiber powder produced from white cabbage outer leaves: effects of blanching and drying methods,” J. Food Sci. Technol., vol. 52, no. 4, pp. 2280– 2287, 2015. [52] F. Xu, Y. Zheng, Z. Yang, S. Cao, X. Shao, and H. Wang, “Domestic cooking methods affect the nutritional quality of red cabbage,” Food Chem., vol. 161, pp. 162–167, 2014. [53] T. Laokuldilok and N. Kanha, “Microencapsulation of black glutinous rice anthocyanins using maltodextrins produced from broken rice fraction as wall material by spray drying and freeze drying,” J. Food Process. Preserv., vol. 41, no. 1, p. e12877, 2017. [54] C. Saénz, S. Tapia, J. Chávez, and P. Robert, “Microencapsulation by spray drying of bioactive compounds from cactus pear (Opuntia ficus-indica),” Food Chem., vol. 114, no. 2, pp. 616–622, 2009. [55] P. Robert, T. Gorena, N. Romero, E. Sepulveda, J. Chavez, and C. Saenz, “Encapsulation of polyphenols and anthocyanins from pomegranate (Punica granatum) by spray drying,” Int. J. Food Sci. Technol., vol. 45, no. 7, pp. 1386– 1394, 2010. [56] E. Pitalua, M. Jimenez, E. J. Vernon-Carter, and C. I. Beristain, “Antioxidative activity of microcapsules with beetroot juice using gum Arabic as wall material,” Food Bioprod. Process., vol. 88, no. 2–3, pp. 253–258, 2010. [57] J. Aguiar, R. Costa, F. Rocha, B. N. Estevinho, and L. Santos, “Design of microparticles containing natural antioxidants: Preparation, characterization and controlled release studies,” Powder Technol., vol. 313, pp. 287–292, 2017. [58] N. Kardum et al., “Effects of polyphenol-rich chokeberry juice on cellular 29
42. antioxidant enzymes and membrane lipid status in healthy women,” J. Funct. Foods, vol. 9, pp. 89–97, 2014. [59] S. Yousefi, Z. Emam-Djomeh, and S. M. Mousavi, “Effect of carrier type and spray drying on the physicochemical properties of powdered and reconstituted pomegranate juice (Punica Granatum L.),” J. Food Sci. Technol., vol. 48, no. 6, pp. 677–684, 2011. [60] S. Ersus and U. Yurdagel, “Microencapsulation of anthocyanin pigments of black carrot (Daucus carota L.) by spray drier,” J. Food Eng., vol. 80, no. 3, pp. 805– 812, 2007. [61] S. A. Mahdavi, S. M. Jafari, E. Assadpoor, and D. Dehnad, “Microencapsulation optimization of natural anthocyanins with maltodextrin, gum Arabic and gelatin,” Int. J. Biol. Macromol., vol. 85, pp. 379–385, 2016. [62] A. Gharsallaoui, G. Roudaut, O. Chambin, A. Voilley, and R. Saurel, “Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: An overview,” Food Res. Int., vol. 40, no. 9, pp. 1107–1121, 2007. [63] A. Wilkowska, W. Ambroziak, J. Adamiec, and A. C. Z. Y. Zowska, “PRESERVATION OF ANTIOXIDANT ACTIVITY AND POLYPHENOLS IN CHOKEBERRY JUICE AND WINE,” vol. 00, 2016. 30
43. PHỤ LỤC – KẾT QUẢ XỬ LÝ ANOVA 1. DPPH ANOVA DPPH Sum of Squares df Mean Square F Sig. Between Groups 6996646.162 4 1749161.540 132.899 .000 Within Groups 289553.908 22 13161.541 Total 7286200.070 26 DPPH Tukey HSDa,b Carrier N Subset for alpha = 0.05 1 2 3 4 1 6 2968.8597 3 6 3205.7504 2 3 3324.9843 4 6 3586.6194 5 6 4380.4826 Sig. 1.000 .487 1.000 1.000 Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 5.000. b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not guaranteed. 2. ABTS ANOVA ABTS Sum of Squares df Mean Square F Sig. Between Groups 20110560.736 4 5027640.184 53.603 .000 Within Groups 2063450.944 22 93793.225 Total 22174011.680 26 31
44. ABTS Tukey HSDa,b Carrier N Subset for alpha = 0.05 1 2 1 6 6138.1581 2 3 6145.1733 4 6 6392.9962 3 6 6427.9066 5 6 8351.0369 Sig. .576 1.000 Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 5.000. b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not guaranteed. 3. FRAP ANOVA FRAP Sum of Squares df Mean Square F Sig. Between Groups 20521971.412 4 5130492.853 46.666 .000 Within Groups 2418697.833 22 109940.811 Total 22940669.246 26 FRAP Tukey HSDa,b Carrier N Subset for alpha = 0.05 1 2 3 1 6 5665.9318 2 3 6302.9945 3 6 6330.1156 4 6 6738.6704 5 6 8161.5868 Sig. 1.000 .265 1.000 Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 5.000. b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not guaranteed. 32
45. 4. CUPRAC ANOVA CUPRAC Sum of Squares df Mean Square F Sig. Between Groups 89329526.727 4 22332381.682 212.125 .000 Within Groups 2316142.048 22 105279.184 Total 91645668.775 26 CUPRAC Tukey HSDa,b Carrier N Subset for alpha = 0.05 1 2 3 4 5 3 6 8990.7823 1 6 10016.9671 2 3 10929.8136 4 6 12430.8201 5 6 13862.0126 Sig. 1.000 1.000 1.000 1.000 1.000 Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 5.000. b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not guaranteed. 33